Ecotoxicología del cambio globalimpacto de la radiación ultravioleta, los metales pesados y los contaminantes orgánicos sobre las comunidades biológicas

Abstract

INTRODUCCIÓN: En la actualidad las comunidades biológicas terrestres y acuáticas se encuentran sometidas a múltiples factores de estrés de origen antrópico. El cambio global se ha definido como el conjunto de cambios ambientales influidos por aquellas actividades humanas que, aunque ejercidas localmente, tienen efectos que trascienden el ámbito local o regional para afectar al funcionamiento global del sistema Tierra. El cambio climático, que forma parte del cambio global, está suponiendo un aumento en la temperatura media global en la superficie terrestre (0,6 ± 0,2°C durante el siglo XX), así como alteraciones en la intensidad y frecuencia de las precipitaciones a nivel regional. Según el último informe del Grupo Intergubernamental de expertos sobre el Cambio Climático, existe un 95% de certeza de que la actividad humana, principalmente la emisión de gases de efecto invernadero, es actualmente la causa principal del calentamiento global. Una gran parte de las especies afrontan un riesgo creciente de extinción debido al cambio climático, especialmente porque este interactúa con otros factores de estrés. Por ejemplo, varios autores han propuesto una posible relación entre el cambio climático y un incremento en la intensidad de la radiación ultravioleta a la que estarán expuestos los organismos acuáticos. Aparte de la extinción de especies, otras huellas de cambio global en los ecosistemas son la alteración de los bienes y servicios que estos aportan, la disminución de su resistencia a las perturbaciones (resiliencia), la pérdida de hábitats y la expansión de especies exóticas invasoras, así como el deterioro generalizado de la calidad del agua por la lluvia ácida, la eutrofización (aportes excesivos de nitrógeno y fósforo) y la introducción de contaminantes. Respecto a esto último, el crecimiento continuado de la población humana y de su consumo de recursos naturales ha provocado que la contaminación ambiental sea un problema a escala planetaria. La contaminación química derivada de la liberación en el medio ambiente de metales pesados y de diversos contaminantes orgánicos (p. ej. compuestos de origen industrial como los organoclorados y contaminantes emergentes como los fármacos) es fuente de toxicidad para los organismos. Además, la contaminación afecta a la capacidad de los seres vivos para tolerar las condiciones de su hábitat (temperatura, humedad, radiación solar, nutrientes, pH, etc.), del mismo modo que estos factores ambientales influyen en la toxicidad de los contaminantes. Como resultado, las comunidades biológicas sufren un importante estrés ambiental, que puede tener como consecuencia la desaparición de ciertas especies si no son capaces de reaccionar ante las nuevas condiciones ambientales mediante una aclimatación o una adaptación que incluyan cambios fisiológicos y/o en el comportamiento. El objetivo general de esta tesis ha sido estudiar el impacto ambiental de diversos estresores químicos y físicos mediante nuevos enfoques metodológicos capaces de abordar los retos del cambio global, como son la exposición simultánea de los organismos a múltiples estresores y los contaminantes emergentes. Así, en el Capítulo 1 se desarrolló una nueva metodología que permite una estimación más precisa de las dosis (energía por unidad de superficie) de radiación ultravioleta (UVR) y radiación fotosintéticamente activa (PAR) a las que están expuestos los organismos acuáticos durante la experimentación en el laboratorio. Tras determinar la extinción del UVA, el UVB y la PAR en suspensiones del alga unicelular Chlamydomonas reinhardtii, se calcularon los coeficientes de extinción (k) correspondientes a esos rangos de longitud de onda. Hasta la fecha, en este tipo de ensayos solamente se ha tenido en cuenta la intensidad de la radiación medida en la superficie de las suspensiones algales, lo que lleva a sobrestimar la dosis de este estresor físico recibida por las algas. En el Capítulo 2 se realizó una aproximación a un escenario de exposición a múltiples estresores. En concreto, se evaluó la toxicidad individual y combinada de un estresor físico (UVR) y un estresor químico (Zn) para C. reinhardtii, analizando distintos parámetros de su actividad fotosintética mediante fluorimetría. También se estudió el papel modulador de la temperatura sobre los efectos de la UVR sobre la fotosíntesis, así como el posible aumento o reducción de la toxicidad del Zn (o de una combinación de Zn y UVR) ante una aclimatación previa a la UVR (i.e. permitiendo que se produjera una estabilización de los parámetros fotosintéticos ante las nuevas condiciones de radiación antes de exponer a las algas a otros factores de estrés). En este trabajo se aplicó la metodología descrita en el Capítulo 1 para calcular las dosis de radiación. Tras haber utilizado las técnicas descritas anteriormente con algas unicelulares cultivadas en el laboratorio, tanto la fluorimetría como el cálculo de los k UVR se aplicaron al estudio de comunidades naturales de organismos fotosintéticos procedentes de un ecosistema fluvial (biopelículas de perifiton). El primer objetivo del Capítulo 3 fue evaluar la tolerancia del perifiton del río Gállego (Huesca y Zaragoza) a un incremento en la intensidad de la UVR recibida y comprobar si dicha tolerancia estaba relacionada con su historia de exposición a la UVR. Con este fin se utilizaron canales artificiales de metacrilato, en los que se colocaron sustratos hechos del mismo material tras ser colonizados por el perifiton en su hábitat natural. El segundo objetivo fue obtener fórmulas matemáticas que permitieran estimar los k UVA y k UVB en el agua del río Gállego a partir de los valores de ciertos parámetros fisicoquímicos del agua, una vez conocidos cuales de ellos explican en mayor medida la extinción de la UVR en cada tramo fluvial. Esta metodología podría ser útil para determinar las dosis de UVR recibidas por los organismos acuáticos en el medio natural. Si en el Capítulo 2 se utilizó la fluorimetría para estudiar el impacto de estresores como la UVR y los metales pesados sobre la fotosíntesis de C. reinhardtii, en el Capítulo 4 se empleó esta técnica para determinar la toxicidad de cuatro compuestos orgánicos pertenecientes a la familia de los levulinatos (levulinatos de etilo, metilo y butilo, y ácido levulínico). Los levulinatos tienen múltiples aplicaciones industriales y están considerados como sustancias de la “química verde”, debido a su mínimo impacto ambiental. Este trabajo formó parte de otro más amplio en el que se determinó que la toxicidad de los levulinatos para los organismos acuáticos depende de la longitud de su cadena alquil. El objetivo del Capítulo 5 fue evaluar la tolerancia de las comunidades microbianas heterótrofas de un ecosistema acuático de alta montaña a diferentes metales pesados (Al, Cu, Zn y Pb), ya que los ecosistemas de montaña están demostrando ser especialmente sensibles al cambio global. La zona de estudio fue el ibón Pica Palomera y el río Unhòla, que nace en dicho ibón (Valle de Arán, Pirineos leridanos), siendo un área que en el pasado se vio afectada por la minería de metales. En concreto, se estudió la posible relación entre las diferencias en las condiciones ambientales del ibón y de tres tramos del río (principalmente respecto al pH y la concentración de metales) y la toxicidad de los metales para los microorganismos. Para ello, se analizó el perfil fisiológico de las comunidades microbianas acuáticas tras ser expuestas a distintas concentraciones de dichos metales, utilizando placas Biolog ECO MicroPlates con el fin de detectar los cambios en su actividad metabólica heterótrofa. En el Capítulo 6 se estudió la toxicidad de 18 fármacos, que son compuestos orgánicos considerados como contaminantes emergentes. En este caso, además de emplear la fluorimetría con C. reinhardtii, se usaron placas Biolog ECO MicroPlates para analizar la actividad metabólica de la comunidad microbiana heterótrofa del suelo, así como un ensayo que utiliza como parámetros toxicológicos el porcentaje de germinación de las semillas y la elongación de la radícula y el hipocotilo de Lactuca sativa. Por último, el Capítulo 7 se desarrolló en el área que rodea al vertedero de Bailín (Sabiñánigo, Huesca), cuyos suelos están afectados de contaminación por hexaclorociclohexanos (HCHs) y otros compuestos organoclorados como consecuencia de la producción del insecticida lindano (γ-HCH). Su objetivo fue conocer las concentraciones de estos compuestos en los suelos, así como analizar su efecto sobre la actividad metabólica de la comunidad microbiana heterótrofa del suelo (utilizando placas Biolog ECO MicroPlates) y su toxicidad para las lombrices de tierra (Allolobophora chlorotica), estudiando su respuesta de evitación con un ensayo normalizado basado en el comportamiento. Además, se estudió el posible papel de las lombrices como facilitadoras de la extracción y/o la degradación microbiana de estos contaminantes orgánicos. Finalmente, gracias a la colaboración del Instituto Nacional de Investigación y Tecnología Agraria y Alimentaria (INIA) de Madrid y del Instituto de Investigación Biosanitaria de Granada (ibs. GRANADA), se evaluó la presencia en los suelos estudiados de disruptores endocrinos (agonistas o antagonistas hormonales) o de inductores enzimáticos, mediante la realización de ensayos celulares in vitro. CONCLUSIONES GENERALES: Posiblemente el mayor desafío al que se enfrenta la ecotoxicología en la actualidad se refiere a cómo el cambio global está alterando los escenarios ambientales donde los organismos sufren la exposición a los tóxicos. Estas alteraciones pueden influir positiva o negativamente en la toxicidad de los contaminantes. Al mismo tiempo, la contaminación puede reducir la capacidad de los seres vivos para tolerar las nuevas condiciones de su hábitat impuestas por el cambio global. Para entender y mitigar el impacto que las actividades humanas tienen en los ecosistemas es necesario disponer de un conjunto amplio y diverso de métodos y aproximaciones experimentales con el que poder afrontar estos nuevos escenarios. - La exposición a la UVR en ambientes acuáticos. Uno de los primeros elementos del cambio global que se dio a conocer a la opinión pública fue la disminución de la concentración de ozono estratosférico (el agujero en la capa de ozono) y el consecuente incremento de la radiación ultravioleta (UVR) incidente sobre la superficie terrestre. Sin embargo, este no es el único factor capaz de modificar la exposición de los organismos acuáticos a esta radiación. Algunos fenómenos asociados al cambio climático (p. ej. alteraciones en la frecuencia e intensidad de las precipitaciones) podrían modificar las características fisicoquímicas de las aguas naturales y afectar indirectamente a la extinción de la UVR. La intensidad de la UVR y de la radiación fotosintéticamente activa (PAR) se reduce a medida que la luz penetra a través de la columna de agua, lo que es debido a la presencia de algas unicelulares (fitoplancton), de materia orgánica disuelta coloreada (CDOM) y de partículas en suspensión (turbidez). Como se ha explicado en el Capítulo 1, determinar las dosis de UVR o PAR sin tener en cuenta la extinción de la radiación debida al fitoplancton lleva a subestimar su toxicidad, especialmente en el caso del UVB, que es la UVR que alcanza la superficie terrestre que resulta más dañina para los seres vivos. Además, los resultados de esta tesis muestran que la CDOM y, especialmente, la turbidez del agua (cuyo aumento está estrechamente asociado a episodios de precipitaciones intensas, que podrían ser más frecuentes como consecuencia del cambio climático) son parámetros que deberían tenerse en cuenta a la hora de evaluar el impacto de la UVR sobre los ecosistemas fluviales (Capítulo 3). El método propuesto en esta tesis permite estimar la extinción de la UVR de un modo sencillo y con un empleo mínimo de recursos. No obstante, los organismos acuáticos fotosintéticos poseen mecanismos que les hacen capaces de aclimatarse a cambios en la composición y la intensidad de la radiación a la que están expuestos (UVR o PAR) sin sufrir daños celulares irreparables. Este es el caso del alga verde unicelular Chlamydomonas reinhardtii, cuyos mecanismos de fotoprotección frente a la UVR permitieron adaptar su eficiencia fotosintetica a las nuevas condiciones de radiación de un modo reversible (Capítulo 2), y del perifiton del tramo bajo del río Gállego, que toleró un incremento en la intensidad de la radiación UVB de aproximadamente el doble de la irradiancia estival medida en su hábitat natural (Capítulo 3). La aplicación de la metodología para determinar la extinción de la radiación en suspensiones de C. reinhardtii se utilizó en el Capítulo 2 para establecer que dosis de UVR de hasta 18,11 J cm-2 de UVA y 5,78 J cm-2 de UVB no provocaron cambios en los pigmentos ni peroxidación de lípidos. Sin embargo, el cambio global se caracteriza por la multiplicidad de factores de estrés que actúan simultáneamente sobre los organismos, llegando a superarse la capacidad de sus mecanismos de protección. Esto ocurre, por ejemplo, cuando la UVR se combina con altas concentraciones de un metal pesado (Zn) o con bajas temperaturas, como se ha visto en esta tesis. - Diversidad e innovación metodológica para evaluar la toxicidad de los contaminantes. El cambio global también ha conllevado la liberación en el medio ambiente de nuevas sustancias, tanto de origen natural (Capítulo 4) como sintéticas (p. ej. compuestos organoclorados, ver Capítulo 7). Algunos de estos compuestos se consideran contaminantes emergentes, tal y como ocurre con los fármacos (Capítulo 6). Con frecuencia la toxicidad de estas sustancias para los organismos acuáticos y edáficos es poco conocida, por lo que es necesario adaptar metodologías ya existentes que permitan evaluarla, así como desarrollar otras más novedosas. La fluorimetría PAM (Capítulos 2, 3, 4 y 6) ha demostrado ser útil para conocer el efecto tóxico de distintos factores de estrés físicos y químicos (UVR, metales pesados, temperatura, levulinatos y fármacos) sobre la fotosíntesis de un alga unicelular (C. reinhardtii), elegida como organismo modelo, y del perifiton. Esta información fue en ocasiones complementada con el análisis de pigmentos y de peroxidación de lípidos, que contribuyeron a entender los procesos subyacentes a las diferentes respuestas biológicas observadas. Además, el uso de canales artificiales hizo posible trabajar en condiciones de laboratorio con el perifiton recogido en su hábitat natural, aumentando el realismo de las condiciones de exposición y mejorando la extrapolación de los resultados a los sistemas naturales. Por otro lado, la técnica basada en el uso de placas Biolog ha permitido estudiar el metabolismo de las comunidades microbianas heterótrofas que habitan tanto en el agua (Capítulo 5) como en el suelo (Capítulos 6 y 7), conocer su tolerancia a algunos metales pesados y fármacos, así como explorar sus interacciones con otros organismos (Allolobophora chlorotica) y con los contaminantes orgánicos. Asimismo, en el Capítulo 6 se llevó a cabo un ensayo que usa la germinación y el desarrollo de plántulas de lechuga (Lactuca sativa) como parámetros toxicológicos. Mediante la combinación de distintas metodologías, en ese capítulo se obtuvo una visión más global sobre el impacto de diversos fármacos sobre la comunidad biológica. Por último, el uso de lombrices de tierra en estudios de toxicidad ambiental ha ido evolucionando, existiendo hoy en día protocolos normalizados que se basan en su comportamiento (Capítulo 7). Este enfoque novedoso hace posible estudiar a estos invertebrados de un modo no invasivo. Mediante su respuesta de evitación, las lombrices actúan como biosensores de la contaminación del suelo. Además, las concentraciones necesarias para que sea observable un efecto en su comportamento son menores que las que causan su muerte, por lo que la relevancia ambiental de los ensayos que utilizan la evitación como parámetro toxicológico sería mayor a la de los ensayos que se basan en la letalidad. - La evaluación de la toxicidad de nuevos contaminantes. Mediante la aplicación de los métodos anteriores fue posible conocer que la toxicidad de los levulinatos para C. reinhardtii es escasa (EC50 1 h > 1000 mg l-1) (Capítulo 4), lo que concuerda con la consideración de estos compuestos orgánicos como pertenecientes a la “química verde”. En el caso de los fármacos (Capítulo 6), las concentraciones necesarias para que se produzcan efectos tóxicos a corto plazo (horas o días) también fueron elevadas (mg l-1 y mg kg-1). Solamente algunos de ellos destacaron por su mayor toxicidad. El sulfametoxazol, un antibiótico hidrosoluble, fue el fármaco más nocivo para los microorganismos heterótrofos del suelo. Sin embargo, la comunidad microbiana edáfica posiblemente fue capaz de degradar otros como el paracetamol y el ácido salicílico, utilizándolos como fuente de carbono y energía. El propanolol, un βbloqueante, destacó por su toxicidad para L. sativa. Además, cuando se estudió el efecto de cuatro antiinflamatorios sobre la eficiencia fotosintética de C. reinhardtii, el ácido salicílico resultó ser el compuesto más tóxico para esta alga. Los resultados del Capítulo 6 sugieren que sería recomendable evaluar los efectos crónicos causados por concentraciones menores de estos fármacos a largo plazo (meses y años). - La ecotoxicología en ambientes extremos. Asimismo, el cambio global supone la aparición de nuevos factores de estrés en ecosistemas que se caracterizan por unas condiciones ambientales extremas y por estar poblados por organismos capaces de tolerarlas. Su estudio puede aportar información que ayude a comprender tanto los mecanismos de protección ante determinados tipos de estrés ambiental como los procesos adaptativos que han dado lugar a los mismos. En este sentido, el área de estudio del Capítulo 5 fue un ecosistema de alta montaña en cuyas aguas existen altas concentraciones de metales pesados y una elevada acidez. Por ello, se consideró de interés evaluar qué efecto tendría sobre la comunidad microbiana acuática un aporte adicional de metales. El incremento de las concentraciones de Al, Cu y Zn afectó en menor medida a los microorganismos que habitan en las aguas más ácidas y con una mayor concentración de esos metales. Este hecho podría deberse en primer lugar a una menor biodisponibilidad de los metales (ya que su absorción celular se reduce en aguas ácidas) y, en segundo lugar, a la condición acidófila y acidotolerante de los pocos taxones especializados que habitarían esas aguas, ya que se ha observado que estos organismos poseen mecanismos que aumentan su tolerancia a los metales pesados. En cambio, en las aguas con un pH próximo a la neutralidad, la toxicidad del Al y el Zn podría aumentar ante una menor exposición histórica a estos metales. La aparente capacidad del Pb para estimular el metabolismo microbiano, que se observó en este estudio, podría ser un tema de investigación interesante a desarrollar. - La ecotoxicología aplicada al estudio de lugares contaminados. No obstante, el papel de la investigación ecotoxicológica en el contexto del cambio global no puede limitarse al estudio de los efectos tóxicos de los contaminantes sobre los organismos. Es de vital importancia obtener información científica que ayude a resolver los casos reales de contaminación en el medio natural, como son los casos de contaminación del suelo a consecuencia de la actividad industrial. En el estudio realizado en las cercanías del vertedero de Bailín (Capítulo 7) se identificó una zona donde la contaminación del suelo era especialmente grave (sobre todo por ε-HCH, 2,4,6-triclorofenol y pentaclorobenceno) y en la que se encontraron niveles detectables de lindano (γ-HCH). El suelo de esta zona fue extremadamento tóxico para las lombrices a corto plazo y la actividad metabólica heterótrofa de su comunidad microbiana fue más limitada que en el resto de los suelos estudiados. En ese mismo suelo se encontraban presentes sustancias capaces de activar los mecanismos de desintoxicación celular y otras que actúan como disruptores endocrinos. Los resultados de este trabajo sugieren que ciertas lombrices de tierra autóctonas podrían aumentar la extractabilidad de algunos isómeros de HCHs (p. ej. γ-HCH) y favorecer su degradación microbiana en los suelos con un grado de contaminación medio o bajo. Las lombrices también podrían reducir la intensidad de la disrupción endocrina en esos suelos. Estas habilidades de las lombrices podrían utilizarse para desarrollar una técnica de biorremediación en el futuro. Para ello, podría ser necesario mezclar los suelos más contaminados con otros suelos naturales no contaminados con mejores propiedades fisicoquímicas. Como conclusión final, la combinación de múltiples técnicas y organismos en este trabajo ha permitido abordar la complejidad de los escenarios de exposición biológica a diferentes estresores químicos y físicos que caracteriza al cambio global. REFERENCIAS: 1. Duarte, C.M., et al., Cambio global: impacto de la actividad humana sobre el sistema Tierra. Colección Divulgación. 2006, Madrid, España: Consejo Superior de Investigaciones Científicas (CSIC). 166. 2. IPCC, Cambio climático 2014: Informe de síntesis. Contribución de los grupos de trabajo I, II y III al quinto informe de evaluación del Grupo Intergubernamental de expertos sobre el Cambio Climático. 2014, Ginebra, Suiza. 157. 3. Häder, D.P., et al., Effects of solar UV radiation on aquatic ecosystems and interactions with climate change. Photochemical and Photobiological Sciences, 2007. 6(3): p. 267-285. 4. Williamson, C.E., et al., Beneficial and detrimental effects of UV on aquatic organisms: implications of spectral variation. Ecological Applications, 2001. 11(6): p. 1843-1857. 5. Navarro, E., et al., Ultraviolet radiation dose calculation for algal suspensions using UVA and UVB extinction coefficients. Journal of Photochemistry and Photobiology B: Biology, 2014. 132: p. 94-101. 6. Harris, E.H., D.B. Stern, and G.B. Witman, Introduction to Chlamydomonas and its laboratory use, in The Chlamydomonas Sourcebook. 2009, Academic Press: San Diego, USA. p. 480. 7. Szivák, I., R. Behra, and L. Sigg, Metal-induced reactive oxygen species production in Chlamydomonas reinhardtii (Chlorophyceae). Journal of Phycology, 2009. 45(2): p. 427-435. 8. Tyrrell, R.M. and S.M. Keyse, New trends in photobiology: the interaction of UVA radiation with cultured-cells. Journal of Photochemistry and Photobiology B: Biology, 1990. 4: p. 349-361. 9. Wang, G., et al., The involvement of the antioxidant system in protection of desert cyanobacterium Nostoc sp. against UV-B radiation and the effects of exogenous antioxidants. Ecotoxicology and Environmental Safety, 2008. 69(1): p. 150-157. 10. Sobrino, C., O. Montero, and L.M. Lubián, UV-B radiation increases cell permeability and damages nitrogen incorporation mechanisms in Nannochloropsis gaditana. Aquatic Sciences, 2004. 66(4): p. 421-429. 11. Hessen, D.O., H.J. de Lange, and E. van Donk, UV-induced changes in phytoplankton cells and its effects on grazers. Freshwater Biology, 1997. 38: p. 513-524. 12. Vincent, W.F. and S. Roy, Solar ultraviolet-B radiation and aquatic primary production: damage, protection, and recovery. Environmental Reviews, 1993. 1: p. 1-12. 13. Sfichi, L., N. loannidis, and K. Kotzabasis, Thylakoid-associated polyamines adjust the UV-B sensitivity of the photosynthetic apparatus by means of light-harvesting complex II changed. Photochemistry and Photobiology, 2004. 80: p. 499-506. 14. White, A.L. and L.S. Jahnke, Contrasting effects of UV-A and UV-B on photosynthesis and photoprotection of βcarotene in two Dunaliella spp. Plant and Cell Physiology, 2002. 43(8): p. 877-884. 15. Zhang, P.-Y., J. Yu, and X.-X. Tang, UV-B radiation suppresses the growth and antioxidant systems of two marine microalgae, Platymonas subcordiformis (Wille) Hazen and Nitzschia closterium (Ehrenb.) W. Sm. Journal of Integrative Plant Biology, 2005. 47(6): p. 683−691. 16. Aro, E.-M., I. Virgin, and B. Andersson, Photoinhibition of photosystem II. Inactivation, protein damage and turnover. Biochimica et Biophysica Acta General Subjects, 1993. 1143: p. 113-134. 17. Mendez-Alvarez, S., U. Leisinger, and R.I.L. Eggen, Adaptative responses in Chlamydomonas reinhardtii. International Microbiology, 1999. 2: p. 15-22. 18. Bouchard, J.N., S. Roy, and D.A. Campbell, UVB effects on the photosystem Il-D1 protein of phytoplankton and naturaI phytoplankton communities. Photochemistry and Photobiology, 2006. 82: p. 936-951. 19. Grossman, A.R., M. Lohr, and C.S. Im, Chlamydomonas reinhardtii in the landscape of pigments. Annual Review of Genetics, 2004. 38: p. 119-173. 20. Kottuparambil, S., et al., UV-B affects photosynthesis, ROS production and motility of the freshwater flagellate, Euglena agilis Carter. Aquatic Toxicology, 2012. 122-123: p. 206-213. 21. Lesser, M.P., Oxidative stress in marine environments: biochemistry and physiological ecology. Annual Review of Physiology, 2006. 68: p. 253-278. 22. Gorton, H.L. and T.C. Vogelmann, Ultraviolet radiation and the snow alga Chlamydomonas nivalis (Bauer) Wille. Photochemistry and Photobiology, 2003. 77(6): p. 608-615. 23. Nikaido, S.S. and C.H. Johnson, Daily and circadian variation in survival from ultraviolet radiation in Chlamydomonas reinhardtii. Photochemistry and Photobiology, 2000. 71(6): p. 758-765. 24. Sicora, C., Z. Máté, and I. Vass, The interaction of visible and UV-B light during photodamage and repair of photosystem II. Photosynthesis Research, 2003. 75: p. 127-137. 25. Xiong, F., Evidence that UV-B tolerance of the photosynthetic apparatus in microalgae is related to the D1turnover mediated repair cycle in vivo. Journal of Plant Physiology, 2001. 158: p. 285-294. 26. Finazzi, G., et al., Photoinhibition of Chlamydomonas reinhardtii in State 1 and State 2: damages to the photosynthetic apparatus under linear and cyclic electron flow. The Journal of Biological Chemistry, 2001. 276(25): p. 22251-22257. 27. Paerl, H.W.J., J. Tucker, and P.T. Bland, Carotenoid enhancement and its role in maintaining blue-green algal (Microcystis aeruginosa) surface blooms. Limnology and Oceanography, 1983. 28(5): p. 847-857. 28. Scott, J.D., et al., Daphnia pulex fed UVB-irradiated Chlamydomonas reinhardtii show decreased survival and fecundity. Photochemistry and Photobiology, 1999. 70(3): p. 308-313. 29. Whitehead, K. and J.I. Hedges, Photodegradation and photosensitization of mycosporine-like amino acids. Journal of Photochemistry and Photobiology B: Biology, 2005. 80(2): p. 115-121. 30. Xiong, F., et al., Strategies of ultraviolet-B protection in microscopic algae. Physiologia Plantarum, 1997. 100: p. 378-388. 31. Jeffrey, S.W., et al., Occurrence of UVA- and UVB-absorbing compounds in 152 species (206 strains) of marine microalgae. Marine Ecology Progress Series, 1999. 189: p. 35-51. 32. Sinha, R.P., et al., Ultraviolet-absorbing/screening substances in cyanobacteria, phytoplankton and macroalgae. Journal of Photochemistry and Photobiology B: Biology, 1998. 47: p. 83-94. 33. Sinha, R.P., S.P. Singh, and D.P. Hader, Database on mycosporines and mycosporine-like amino acids (MAAs) in fungi, cyanobacteria, macroalgae, phytoplankton and animals. Journal of Photochemistry and Photobiology B: Biology, 2007. 89(1): p. 29-35. 34. Singh, S.P., et al., Mycosporine-like amino acids (MAAs): chemical structure, biosynthesis and significance as UVabsorbing/screening compounds. Indian Journal of Experimental Biology, 2008. 46: p. 7-17. 35. Volkmann, M. and A.A. Gorbushina, A broadly applicable method for extraction and characterization of mycosporines and mycosporine-like amino acids of terrestrial, marine and freshwater origin. FEMS Microbiology Letters, 2006. 255(2): p. 286-295. 36. Oren, A. and N. Gunde-Cimerman, Mycosporines and mycosporine-like amino acids: UV protectants or multipurpose secondary metabolites? FEMS Microbiology Letters, 2007. 269(1): p. 1-10. 37. Xiong, F., J. Kopecky, and L. Nedbal, The occurrence of UV-B absorbing mycosporine-like amino acids in freshwater and terrestrial microalgae (Chlorophyta). Aquatic Botany, 1999. 63: p. 37-49. 38. Řezanka, T., et al., Natural microbial UV radiation filters: mycosporine-like amino acids. Folia Microbiologica, 2004. 49(4): p. 339-352. 39. Suh, H.-J., H.-W. Lee, and J. Jung, Mycosporine glycine protects biological systems against photodynamic damage by quenching singlet oxygen with a high efficiency. Photochemistry and Photobiology, 2003. 78(2): p. 109-113. 40. Niyogi, K.K., O. Björkman, and A.R. Grossman, The roles of specific xanthophylls in photoprotection. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 1997. 94: p. 14162-14167. 41. Baroli, I., Zeaxanthin accumulation in the absence of a functional xanthophyll cycle protects Chlamydomonas reinhardtii from photooxidative stress. The Plant Cell Online, 2003. 15(4): p. 992-1008. 42. Kučera, T., H. Horáková, and A. Šonská, Toxic metal ions in photoautotrophic organisms. Photosynthetica, 2008. 46(4): p. 481-489. 43. Pinto, E., et al., Heavy metal-induced oxidative stress in algae. Journal of Phycology, 2003. 39: p. 1008-1018. 44. Wilde, K.L., et al., The effect of pH on the uptake and toxicity of copper and zinc in a tropical freshwater alga (Chlorella sp.). Archives of Environmental Contamination & Toxicology, 2006. 51(2): p. 174-185. 45. Bertrand, M. and I. Poirier, Photosynthetic organisms and excess of metals. Photosynthetica, 2005. 43(3): p. 345-353. 46. Hanikenne, M., Chlamydomonas reinhardtii as a eukaryotic photosynthetic model for studies of heavy metal homeostasis and tolerance. New Phytologist, 2003. 159(2): p. 331-340. 47. Chaloub, R.M., C.C.P. Magalhães, and C.P. Dos Santos, Early toxic effects of zinc on PSII of Synechocystis aquatilis f. aquatilis (Cyanophyceae). Journal of Phycology, 2005. 41(6): p. 1162-1168. 48. Vavilin, D.V., et al., Membrane lipid peroxidation, cell viability and photosystem II activity in the green alga Chlorella pyrenoidosa subjected to various stress conditions. Journal of Photochemistry and Photobiology B: Biology, 1998. 42: p. 233-239. 49. Rashid, A., E.L. Carom, and A.K.M. Ekramoddoullah, Molecular mechanism of action of Pb2+ and Zn2+ on water oxidizing complex of photosystem. FEBS Letters, 1994. 350: p. 296-298. 50. Stoiber, T.L., M.M. Shafer, and D.E. Armstrong, Induction of reactive oxygen species in Chlamydomonas reinhardtii in response to contrasting trace metal exposures. Environmental Toxicology, 2011. 28(9): p. 516-523. 51. Vega, J.M., et al., Effect of abiotic stress on photosynthesis and respiration in Chlamydomonas reinhardtii. Enzyme and Microbial Technology, 2006. 40(1): p. 163-167. 52. Jonker, D.M., et al., Towards a mechanism-based analysis of pharmacodynamic drug-drug interactions in vivo. Pharmacology & Therapeutics, 2005. 106(1): p. 1-18. 53. Loewe, S., The problem of synergism and antagonism of combined drugs. Arzneimittelforsch, 1953. 3: p. 285320. 54. Rai, L.C., et al., Interactive effects of UV-B and copper on photosynthetic activity of the cyanobacterium Anabaena doliolum. Environmental and Experimental Botany, 1995. 35(2): p. 177-185. 55. Rai, L.C. and N. Mallick, Algae responses to enhanced ultraviolet-B radiation. PINSA B64, 1998. 2: p. 125-146. 56. Prasad, S.M. and M. Zeeshan, UV-B radiation and cadmium induced changes in growth, photosynthesis, and antioxidant enzymes of cyanobacterium Plectonema boryanum. Biologia Plantarium, 2005. 49(2): p. 229-236. 57. Navarro, E., C.T. Robinson, and R. Behra, Increased tolerance to ultraviolet radiation (UVR) and cotolerance to cadmium in UVR-acclimatized freshwater periphyton. Limnology and Oceanography, 2008. 53(3): p. 1149-1158. 58. Poulson, S.R. and J.I. Drever, Aqueous complexing of nickel and zinc with 3-(N-morpholino)propanesulfonic acid and the solubility products of nickel and zinc hydroxides. Talanta, 1996. 43: p. 1975-1981. 59. Juneau, P. and R. Popovic, Evidence for the rapid phytotoxicity and environmental stress evaluation using the PAM fluorometric method: importance and future application. Ecotoxicology, 1999. 8: p. 449-455. 60. Krause, G.H. and E. Weis, Chlorophyll fluorescence and photosynthesis: the basics. Annual Review of Plant Physiology and Plant Molecular Biology, 1991. 42: p. 313-349. 61. Maxwell, K. and G.N. Johnson, Chlorophyll fluorescence: a practical guide. Journal of Experimental Botany, 2000. 51(345): p. 659-668. 62. Schreiber, U., et al., Assessment of photosystem II photochemical quantum yield by chlorophyll fluorescence quenching analysis. Australian Journal of Plant Physiology, 1995. 22(2): p. 209-220. 63. Schreiber, U., U. Schliwa, and W. Bilger, Continuous recording of photochemical and non-photochemical chlorophyll fluorescence quenching with a new type of modulation fluorometer. Photosynthesis Research, 1986. 10: p. 51-62. 64. Brack, W., H. Rottler, and H. Frank, Volatile fractions of landfill leachates and their effect on Chlamydomonas reinhardtii: in vivo chlorophyll a fluorescence. Environmental Toxicology and Chemistry, 1998. 17(10): p. 19821991. 65. Brack, W. and H. Frank, Chlorophyll a fluorescence: a tool for the investigation of toxic effects in the photosynthetic apparatus. Ecotoxicology and Environmental Safety, 1998. 40: p. 34-41. 66. Conrad, R., et al., Changes in yield of in-vivo fluorescence of chlorophyll a as a tool for selective herbicide monitoring. Journal of Applied Phycology, 1993. 5: p. 505-516. 67. Juneau, A., R. El Berdey, and P. Popovic, PAM fluorometry in the determination of the sensitivity of Chlorella vulgaris, Selenastrum capricornutum, and Chlamydomonas reinhardtii to copper. Archives of Environmental Contamination and Toxicology, 2002. 42(2): p. 155-164. 68. Müller, P., X.-P. Li, and K.K. Niyogi, Non-phochemical quenching. A response to excess light energy. Plant Physiology, 2001. 125: p. 1558-1566. 69. Franch, B. and J.A. Sobrino, Situación actual de la estimación de la fluorescencia mediante teledetección. Revista de Teledetección, 2008. 29: p. 5-14. 70. Walz, Photosynthesis Yield Analyzer Mini-PAM. Handbook of operation. 1999, Effeltrich, Germany. 106. 71. Jodłowska, S. and A. Latała, The comparison of spectrophotometric method and high-performance liquid chromatography in photosynthetic pigments analysis. OnLine Journal of Biological Sciences, 2011. 11(2): p. 6369. 72. Llewellyn, C.A. and D.S. Harbour, A temporal study of mycosporine-like amino acids in surface water phytoplankton from the English Channel and correlation with solar irradiation. Journal of the Marine Biological Association of the United Kingdom, 2003. 83: p. 1-9. 73. Klisch, M. and D.-P. Hader, Mycosporine-like amino acids in the marine dinoflagellate Gyrodinium dorsum: induction by ultraviolet irradiation. Journal of Photochemistry and Photobiology B: Biology, 2000. 55: p. 178182. 74. Klisch, M. and D.-P. Häder, Wavelength dependence of mycosporine-like amino acid synthesis in Gyrodinium dorsum. Journal of Photochemistry and Photobiology B: Biology, 2002. 66: p. 60-66. 75. Sinha, R.P., et al., UV-B-induced synthesis of mycosporine-like amino acids in three strains of Nodularia (cyanobacteria). Journal of Photochemistry and Photobiology B: Biology, 2003. 71(1-3): p. 51-58. 76. Ritchie, R.J., Consistent sets of spectrophotometric chlorophyll equations for acetone, methanol and ethanol solvents. Photosynthesis Research, 2006. 89: p. 27-41. 77. Margalef, R., Limnología. 1983, Barcelona, España: Ediciones Omega. 1010. 78. Navarro, E., et al., Influence of ultraviolet radiation on UVR-absorbing compounds in freshwater algal biofilms and Scenedesmus vacuolatus cultures. Journal of Toxicology and Environmental Health, Part A, 2007. 70(9): p. 760-767. 79. Gala, W.R. and J.P. Giesy, Using the carotenoid biosynthesis inhibiting herbicide, Fluridone, to investigate the ability of carotenoid pigments to protect algae from the photoinduced toxicity of anthracene. Aquatic Toxicology, 1993. 27: p. 61-70. 80. Meléndez-Martínez, A.J., I.M. Vicario, and F.J. Heredia, Pigmentos carotenoides: consideraciones estructurales y fisicoquímicas. Archivos Latinoamericanos de Nutricion 2007. 57(2): p. 109-117. 81. Bohne, F. and H. Linden, Regulation of carotenoid biosynthesis genes in response to light in Chlamydomonas reinhardtii. Biochimica et Biophysica Acta General Subjects, 2002. 1579: p. 26-34. 82. Heath, R.L. and L. Packer, Photoperoxidation in isolated chloroplasts I. Kinetics and stoichiometry of fatty acid peroxidation. Archives of Biochemistry and Biophysics 1968. 125: p. 189-198. 83. Tsaknis, J., et al., Rapid high-performance liquid chromatographic method of determining malondialdehyde for evaluation of rancidity in edible oils. The Analyst, 1998. 123(2): p. 325-327. 84. Tsaknis, J., S. Lalas, and E. Evmorfopoulos, Determination of malondialdehyde in traditional fish products by HPLC. The Analyst, 1999. 124: p. 843-845. 85. Okafor, P.N., et al., Occurrence of malondialdehyde and N-nitrosamines and their precursors in some Nigerian ice creams, yogurts, meat and fish species. African Journal of Biochemistry Research, 2007. 1(1): p. 1-5. 86. Genty, B., J.-M. Briantais, and N.R. Baker, The relationship between the quantum yield of photosynthetic electron transport and quenching of chlorophyll fluorescence. Biochimica et Biophysica Acta General Subjects, 1989. 990: p. 87-92. 87. Mallick, N. and F.H. Mohn, Use of chlorophyll fluorescence in metal-stress research: a case study with the green microalga Scenedesmus. Ecotoxicology and Environmental Safety, 2003. 55(1): p. 64-69. 88. Bilger, W. and O. Björkman, Role of the xanthophylls cycle in photoprotection elucidated by measurements of light-induced absorbance changes, fluorescence and photosynthesis in leaves of Hedera canariensis. Photosynthesis Research, 1990. 25: p. 173-185. 89. Shelly, K., et al., Interactions between UV-B exposure and phosphorus nutrition. I. Effects on growth, phosphate uptake, and chlorophyll fluorescence. Journal of Phycology, 2005. 41(6): p. 1204-1211. 90. Heraud, P., et al., Interactions between UV-B exposure and phosphorus nutrition. II. Effects on rates of damage and repair. Journal of Phycology, 2005. 41(6): p. 1212-1218. 91. Purves, W.K., et al., Vida. La ciencia de la biología. 6 ed. 2004, Buenos Aires, Argentina: Médica Panamericana. 1168. 92. Danilov, R.A. and N.G.A. Ekelund, Effects of Cu2+, Ni2+, Pb2+, Zn2+ and pentachlorophenol on photosynthesis and motility in Chlamydomonas reinhardtii in short-term exposure experiments. BMC Ecology, 2001. 1: p. 1. 93. Küpper, H., et al., Heavy metal-induced inhibition of photosynthesis: targets of in vivo heavy metal chloropyll formation. Journal of Phycology, 2002. 38: p. 429-441. 94. Corcoll, N., et al., Chl-a fluorescence parameters as biomarkers of metal toxicity in fluvial biofilms: an experimental study. Hydrobiologia, 2011. 673(1): p. 119-136. 95. Corcoll, N., The use of pulse amplitude modulated fluorescence techniques for metal toxicity assessment in fluvial biofilms. 2011, Gerona University. p. 225. 96. Ayoub, L.M., et al., MAA-like absorbing substances in Florida Keys phytoplankton vary with distance from shore and CDOM: Implications for coral reefs. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology, 2012. 420-421: p. 91-98. 97. Morrison, J.R. and N.B. Nelson, Seasonal cycle of phytoplankton UV absorption at the Bermuda Atlantic timeseries study (BATS) site. Limnology and Oceanography, 2004. 49(1): p. 215-224. 98. Pérez, A.P., et al., Replicated mesocosm study on the role of natural ultraviolet radiation in high CDOM, shallow lakes. Photochemical & Photobiological Sciences, 2003. 2: p. 118-123. 99. Anastas, P.T. and J.C. Warner, Green chemistry: theory and practice. 1998, Oxford and New York, USA: Oxford University Press. 135. 100. Ahluwalia, V.K. and R.S. Varma, Green solvents for organic synthesis. 2009, Oxford, USA: Alpha Science International Limited. 346. 101. Girisuta, B., L.P.B.M. Janssen, and H.J. Heeres, Green chemicals: a kinetic study on the conversion of glucose to levulinic acid. Chemical Engineering Research and Design, 2006. 84(A5): p. 339–349. 102. Rackemann, D.W. and W.O.S. Doherty, The conversion of lignocellulosics to levulinic acid. Biofuels, Bioproducts and Biorefining, 2011. 5(2): p. 198-214. 103. Bozell, J.J., et al., Production of levulinic acid and use as a platform chemical for derived products. Resources, Conservation and Recycling, 2000. 28: p. 227-239. 104. Keithly, L., et al., Industry research on the use and effects of levulinic acid: a case study in cigarette additives. Nicotine & Tobacco Research, 2005. 7(5): p. 761-771. 105. Lomba, L., et al., Ecotoxicity studies of the levulinate ester series. Ecotoxicology, 2014. 23(8): p. 1484-1493. 106. Lomba, L., et al., Physicochemical properties of green solvents derived from biomass. Green Chemistry, 2011. 13: p. 2062-2070. 107. Almeida, J.R.M., et al., Increased tolerance and conversion of inhibitors in lignocellulosic hydrolysates by Saccharomyces cerevisiae. Journal of Chemical Technology & Biotechnology, 2007. 82(4): p. 340-349. 108. Tischer, R.G., C.R. Fellers, and B.J. Doyle, The non-toxicity of levulinic acid. Journal of the American Pharmaceutical Association, 1942. 31(7): p. 217-220. 109. MacPhee, C. and R. Ruelle, Lethal effects of 1888 chemicals upon four species of fish from western North America. Forest, Wildlife, and Range Experiment Station. Vol. 3. 1969, Moscow, USA: University of Idaho. 112. 110. Johanningmeier, U. and S.H. Howell, Regulation of light-harvesting chlorophyll-binding protein mRNA. Accumulation in Chlamydomonas reinhardi. Possible involvement of chlorophyll synthesis precursors. The Journal of Biological Chemistry, 1984. 259(21): p. 13541-13549. 111. Juneau, P., et al., Evaluation of different algal species sensitivity to mercury and metolachlor by PAMfluorometry. Chemosphere, 2001. 45: p. 589-598. 112. Val, J., et al., Influence of global change-related impacts on the mercury toxicity of freshwater algal communities. Science of the Total Environment, 2016. 540: p. 53-62. 113. Dorigo, U. and C. Leboulanger, A pulse-amplitude modulated fluorescence-based method for assessing the effects of photosystem II herbicides on freshwater periphyton. Journal of Applied Phycology, 2001. 13: p. 509515. 114. Lorente, C., et al., Impacts of agricultural irrigation on nearby freshwater ecosystems: the impacts of triazine herbicides in algal biofilms during an agricultural year. Science of the Total Environment, 2015. 503-504: p. 151158. 115. Guasch, H. and S. Sabater, Light history influences the sensitivity to atrazine in periphytic algae. Journal of Phycology, 1998. 34: p. 233-241. 116. Lustigman, B., L.H. Lee, and C. Weiss-Magasic, Effects of cobalt and pH on the growth of Chlamydomonas reinhardtii. Bulletin of Environmental Contamination and Toxicology, 1995. 55: p. 65-72. 117. Macfie, S.M., Y. Tarmohamed, and P.M. Welbourn, Effects of cadmium, cobalt, copper and nickel on growth of the green alga Chlamydomonas reinhardtii: the influences of the cell wall and pH. Archives of Environmental Contamination & Toxicology, 1994. 27: p. 454-458. 118. Garland, J.L., Analysis and interpretation of community-level physiological profiles in microbial ecology. FEMS Microbiology Ecology, 1997. 24: p. 289-300. 119. Insam, H., A new set of substrates proposed for community characterization in environmental samples, in Microbial communities functional versus structural approaches. 1997, Springer Verlag Heidelberg: Berlin, Germany. p. 260-261. 120. Preston-Mafham, J., L. Boddy, and P.F. Randerson, Analysis of microbial community functional diversity using sole-carbon-source utilisation profiles: a critique. FEMS Microbiology Ecology, 2002. 42: p. 1-14. 121. Muñiz, S., et al., Analysis of the diversity of substrate utilisation of soil bacteria exposed to Cd and earthworm activity using Generalised Additive Models. Plos One, 2014. 9(1). 122. Kuwabara, J.S., Physico-chemical processes affecting copper, tin and zinc toxicity to algae: a review. Studies in Environmental Science, 1986. 28: p. 129-144. 123. Gross, W., Ecophysiology of algae living in highly acidic environments. Hydrobiologia, 2000. 433: p. 31-37. 124. Martín, G., et al., Efecto de la contaminación minera sobre el perifiton del río Guadiamar. Limnetica, 2004. 23(34): p. 315-330. 125. Gimmler, H., Acidophilic and acidotolerant algae, in Algal adaptation to environmental stresses: physiological, biochemical and molecular mechanisms, L.C. Rai and J.P. Gaur, Editors. 2001, Springer Berlin Heidelberg: Berlin, Germany. p. 259-290. 126. Sabater, S., et al., Structure and function of benthic algal communities in an extremely acid river. Journal of Phycology, 2003. 39: p. 481-489. 127. Fujiwara, Y., et al., Stimulatory effect of lead on the proliferation of cultured vascular smooth-muscle cells. Toxicology, 1995. 98(1-3): p. 105-110. 128. Daughton, C.G. and T.A. Ternes, Pharmaceuticals and personal care products in the environment: Agents of subtle change? Environmental Health Perspectives, 1999. 107: p. 907-938. 129. Ternes, T.A., A. Joss, and H. Siegrist, Scrutinizing pharmaceuticals and personal care products in wastewater treatment. Environmental Science & Technology, 2004. 38(20): p. 392A-399A. 130. Miege, C., et al., Fate of pharmaceuticals and personal care products in wastewater treatment plants: conception of a database and first results. Environmental Pollution, 2009. 157(5): p. 1721-1726. 131. Martín, J., et al., Occurrence of pharmaceutical compounds in wastewater and sludge from wastewater treatment plants: removal and ecotoxicological impact of wastewater discharges and sludge disposal. Journal of Hazardous Materials, 2012. 239: p. 40-47. 132. McClellan, K. and R.U. Halden, Pharmaceuticals and personal care products in archived US biosolids from the 2001 EPA national sewage sludge survey. Water Research, 2010. 44(2): p. 658-668. 133. Xia, K., et al., Occurrence and fate of pharmaceuticals and personal care products (PPCPs) in biosolids. Journal of Environmental Quality, 2005. 34(1): p. 91-104. 134. Kinney, C.A., et al., Presence and distribution of wastewater-derived pharmaceuticals in soil irrigated with reclaimed water. Environmental Toxicology and Chemistry, 2006. 25(2): p. 317-326. 135. Qin, Q., X. Chen, and J. Zhuang, The fate and impact of pharmaceuticals and personal care products in agricultural soils irrigated with reclaimed water. Critical Reviews in Environmental Science and Technology, 2015. 45(13): p. 1379-1408. 136. Prosser, R.S. and P.K. Sibley, Human health risk assessment of pharmaceuticals and personal care products in plant tissue due to biosolids and manure amendments, and wastewater irrigation. Environment International, 2015. 75: p. 223-233. 137. Hamscher, G., et al., Determination of persistent tetracycline residues in soil fertilized with liquid manure by high-performance liquid chromatography with electrospray ionization tandem mass spectrometry. Analytical Chemistry, 2002. 74(7): p. 1509-1518. 138. Du, L. and W. Liu, Occurrence, fate, and ecotoxicity of antibiotics in agro-ecosystems: a review. Agronomy for Sustainable Development, 2012. 32: p. 309-327. 139. Petrie, B., R. Barden, and B. Kasprzyk-Hordern, A review on emerging contaminants in wastewaters and the environment: current knowledge, understudied areas and recommendations for future monitoring. Water Research, 2015. 72: p. 3-27. 140. An, J., et al., Ecotoxicological effects of paracetamol on seed germination and seedling development of wheat (Triticum aestivum L.). Journal of Hazardous Materials, 2009. 169(1-3): p. 751-757. 141. D'Abrosca, B., et al., Phytotoxicity evaluation of five pharmaceutical pollutants detected in surface water on germination and growth of cultivated and spontaneous plants. Journal of Environmental Science and Health Part A-Toxic/Hazardous Substances & Environmental Engineering, 2008. 43(3): p. 285-294. 142. Hillis, D.G., et al., Effects of ten antibiotics on seed germination and root elongation in three plant species. Archives of Environmental Contamination and Toxicology, 2011. 60(2): p. 220-232. 143. Caracciolo, A.B., E. Topp, and P. Grenni, Pharmaceuticals in the environment: biodegradation and effects on natural microbial communities: a review. Journal of Pharmaceutical and Biomedical Analysis, 2015. 106: p. 2536. 144. Topp, E., et al., Accelerated biodegradation of veterinary antibiotics in agricultural soil following long-term exposure, and isolation of a sulfamethazine-degrading Microbacterium sp. Journal of Environmental Quality, 2013. 42(1): p. 173-178. 145. Pino, M.R., et al., Acute toxicological effects on the earthworm Eisenia fetida of 18 common pharmaceuticals in artificial soil. Science of the Total Environment, 2015. 518-519: p. 225-237. 146. Castillo, G., Ensayos toxicológicos y métodos de evaluación de calidad de aguas. Estandarización, intercalibración, resultados y aplicaciones. 2004, Canadá: IDRC-IMTA. 202. 147. Bowers, N., et al., Comparative evaluation of soil toxicity using lettuce seeds and soil ciliates. Environmental Toxicology and Chemistry, 1997. 16(2): p. 207-213. 148. Gracia Bagur-Gonzalez, M., et al., Toxicity assessment using Lactuca sativa L. bioassay of the metal(loid)s As, Cu, Mn, Pb and Zn in soluble-in-water saturated soil extracts from an abandoned mining site. Journal of Soils and Sediments, 2011. 11(2): p. 281-289. 149. Schmidt, W. and C.H. Redshaw, Evaluation of biological endpoints in crop plants after exposure to non-steroidal anti-inflammatory drugs (NSAIDs): Implications for phytotoxicological assessment of novel contaminants. Ecotoxicology and Environmental Safety, 2015. 112: p. 212-222. 150. Wang, D.C.-Y., W.-L. Chu, and Y.-Y. Kok, Assessment of paracetamol (acetaminophen) toxicity in microalgae. Polish Journal of Environmental Studies, 2015. 24(2): p. 735-741. 151. Fernández, J.C., Estimaciones de densidad aparente, retención de agua a tensiones de -1/3 y -25 bar y agua disponible en el suelo a partir de la composición granulométrica y porcentaje de materia orgánica. Segunda Reunión Técnica. 1979, Montevideo, Uruguay: Facultad de Agronomía (Universidad de la República). 152. Silva, A., et al., Aspectos metodológicos en la determinación de la capacidad de retener agua en los suelos del Uruguay. Boletín de Investigación Nº 10. 1988, Montevideo, Uruguay: Facultad de Agronomía (Universidad de la República). 153. Liu, F., et al., Effects of six selected antibiotics on plant growth and soil microbial and enzymatic activities. Environmental Pollution, 2009. 157(5): p. 1636-1642. 154. Gutierrez, I.R., et al., Effect of sulfonamide antibiotics on microbial diversity and activity in a Californian Mollic Haploxeralf. Journal of Soils and Sediments, 2010. 10(3): p. 537-544. 155. Halling-Sorensen, B., Inhibition of aerobic growth and nitrification of bacteria in sewage sludge by antibacterial agents. Archives of Environmental Contamination and Toxicology, 2001. 40(4): p. 451-460. 156. Zhang, L., et al., Degradation of paracetamol by pure bacterial cultures and their microbial consortium. Applied Microbiology and Biotechnology, 2013. 97: p. 3687-3698. 157. Wu, S., L. Zhang, and J. Chen, Paracetamol in the environment and its degradation by microorganisms. Applied Microbiology and Biotechnology, 2012. 96: p. 875-884. 158. Xu, P., et al., Microbial degradation of sulfur, nitrogen and oxygen heterocycles. Trends in Microbiology, 2006. 14(9): p. 398–405. 159. Liu, Z., A.M. Jacobson, and R.G. Luthy, Biodegradation of naphthalene in aqueous nonionic surfactant systems. Applied and Environmental Microbiology, 1995. 61(1): p. 145-151. 160. Gielen, G.J.H.P., The fate and effects of sewage-derived pharmaceuticals in soil. 2007, University of Canterbury. p. 173. 161. Hillis, D.G., et al., Structural responses of Daucus carota root-organ cultures and the arbuscular mycorrhizal fungus, Glomus intraradices, to 12 pharmaceuticals. Chemosphere, 2008. 73(3): p. 344-352. 162. Fent, K., A.A. Weston, and D. Caminada, Ecotoxicology of human pharmaceuticals. Aquatic Toxicology, 2006. 76: p. 122-159. 163. Henschel, K.P., et al., Environmental hazard assessment of pharmaceuticals. Regulatory Toxicology and Pharmacology, 1997. 25(3): p. 220-225. 164. Cleuvers, M., Aquatic ecotoxicity of pharmaceuticals including the assessment of combination effects. Toxicology Letters, 2003. 142(3): p. 185-194. 165. Cleuvers, M., Mixture toxicity of the anti-inflammatory drugs diclofenac, ibuprofen, naproxen, and acetylsalicylic acid. Ecotoxicology and Environmental Safety, 2004. 59(3): p. 309-315. 166. Lishman, L., et al., Occurrence and reductions of pharmaceuticals and personal care products and estrogens by municipal wastewater treatment plants in Ontario, Canada. Science of the Total Environment, 2006. 367(2-3): p. 544-558. 167. Rosal, R., et al., Occurrence of emerging pollutants in urban wastewater and their removal through biological treatment followed by ozonation. Water Research, 2010. 44(2): p. 578-588. 168. Roberts, P.H. and K.V. Thomas, The occurrence of selected pharmaceuticals in wastewater effluent and surface waters of the lower Tyne catchment. Science of the Total Environment, 2006. 356(1-3): p. 143-153. 169. Gomez, M.J., et al., Pilot survey monitoring pharmaceuticals and related compounds in a sewage treatment plant located on the Mediterranean coast. Chemosphere, 2007. 66(6): p. 993-1002. 170. Stuelten, D., et al., Occurrence of diclofenac and selected metabolites in sewage effluents. Science of the Total Environment, 2008. 405(1-3): p. 310-316. 171. Ottmar, K.J., L.M. Colosi, and J.A. Smith, Fate and transport of atorvastatin and simvastatin drugs during conventional wastewater treatment. Chemosphere, 2012. 88(10): p. 1184-1189. 172. Scheurer, M., et al., The challenge of analyzing beta-blocker drugs in sludge and wastewater. Analytical and Bioanalytical Chemistry, 2010. 396(2): p. 845-856. 173. Nieto, A., et al., Occurrence of pharmaceuticals and hormones in sewage sludge. Environmental Toxicology and Chemistry 2010. 29(7): p. 1484-1489. 174. Radjenovic, J., M. Petrovic, and D. Barcelo, Fate and distribution of pharmaceuticals in wastewater and sewage sludge of the conventional activated sludge (CAS) and advanced membrane bioreactor (MBR) treatment. Water Research, 2009. 43(3): p. 831-841. 175. Albero, B., et al., Determination of selected pharmaceutical compounds in biosolids by supported liquid extraction and gas chromatography-tandem mass spectrometry. Journal of Chromatography A, 2014. 1336: p. 52-58. 176. Clarke, R.M. and E. Cummins, Evaluation of "classic" and emerging contaminants resulting from the application of biosolids to agricultural lands: a review. Human and Ecological Risk Assessment, 2015. 21(2): p. 492-513. 177. Aryal, N. and D.M. Reinhold, Phytoaccumulation of antimicrobials from biosolids: impacts on environmental fate and relevance to human exposure. Water Research, 2011. 45(17): p. 5545-5552. 178. Gottschall, N., et al., Pharmaceutical and personal care products in groundwater, subsurface drainage, soil, and wheat grain, following a high single application of municipal biosolids to a field. Chemosphere, 2012. 87(2): p. 194-203. 179. Holling, C.S., et al., Uptake of human pharmaceuticals and personal care products by cabbage (Brassica campestris) from fortified and biosolids-amended soils. Journal of Environmental Monitoring, 2012. 14(11): p. 3029-3036. 180. Boxall, A.B.A., et al., Uptake of veterinary medicines from soils into plants. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 2006. 54(6): p. 2288-2297. 181. Wu, C., et al., Uptake of pharmaceutical and personal care products by soybean plants from soils applied with biosolids and irrigated with contaminated water. Environmental Science & Technology, 2010. 44(16): p. 61576161. 182. Cortés, J.M., E. Larsson, and J.A. Jönsson, Study of the uptake of non-steroid antiinflammatory drugs in wheat and soybean after application of sewage sludge as a fertilizer. Science of the Total Environment, 2013. 449: p. 385-389. 183. Vijgen, J., et al., The legacy of lindane and technical HCH production. Organohalogen Compounds, 2006. 68: p. 899-904. 184. Vijgen, J., The legacy of lindane HCH isomer production: a global overview of residue management, formulation and disposal. 2006: International HCH & Pesticides Association. 22. 185. Fernández, J., M.A. Arjol, and C. Cacho, POP-contaminated sites from HCH production in Sabinanigo, Spain. Environmental Science and Pollution Research - International, 2013. 20(4): p. 1937-1950. 186. Hernández, L.M., M.A. Fernández, and M.J. González, Lindane pollution near an industrial source in northeast Spain. Bulletin of Environmental Contamination & Toxicology, 1991. 46(1): p. 9-13. 187. Walker, K., D.A. Vallero, and R.G. Lewis, Factors influencing the distribution of lindane and other hexachlorocyclohexanes in the environment. Environmental Science & Technology, 1999. 33(24): p. 4373-4378. 188. Vijgen, J., et al., Hexachlorocyclohexane (HCH) as new Stockholm Convention POPs: a global perspective on the management of lindane and its waste isomers. Environmental Science and Pollution Research, 2011. 18: p. 152162. 189. Nolan, K., J. Kamrath, and J. Levitt, Lindane toxicity: a comprehensive review of the medical literature. Pediatric Dermatology, 2012. 29(2): p. 141-146. 190. Sang, S., S. Petrovic, and V. Cuddeford, Lindane: a review of toxicity and environmental fate. 1999, Canada: World Wildlife Fund. 65. 191. Edwards, C.A. and P.J. Bohlen, Biology and ecology of earthworms. 1996, London, UK: Chapman & Hall. 433. 192. Jones, C.G., J.H. Lawton, and M. Shachak, Organisms as ecosystem engineers. Oikos, 1994. 69: p. 373-386. 193. Jones, C.G., J.H. Lawton, and M. Shachak, Positive and negative effects of organisms as physical ecosystem engineers. Ecology, 1997. 78(7): p. 1946-1957. 194. Jouquet, P., et al., Soil invertebrates as ecosystem engineers: intended and accidental effects on soil and feedback loops. Applied Soil Ecology, 2006. 32(2): p. 153-164. 195. Lavelle, P., et al., Soil function in a changing world: the role of invertebrate ecosystem engineers. European Journal of Soil Biology, 1997. 33: p. 159-193. 196. Wright, J.P. and C.G. Jones, The concept of organisms as ecosystem engineers ten years on: progress, limitations, and challenges. BioScience, 2006. 56(3): p. 203-209. 197. Edwards, C.A., Earthworm ecology. Soil and Water Conservation Society. 1997, London, UK: Taylor & Francis. 400. 198. Verma, A. and M.K.K. Pillai, Bioavailability of soil-bound residues of DDT and HCH to earthworms. Current Science, 1991. 61(12): p. 840-843. 199. Phillips, T.M., et al., Biodegradation of hexachlorocyclohexane (HCH) by microorganisms. Biodegradation, 2005. 16: p. 363-392. 200. Singer, A.C., et al., Contribution of earthworms to PCB bioremediation. Soil Biology & Biochemistry, 2001. 33: p. 765-776. 201. Lock, K., K.A.C. De Schamphelaere, and C.R. Janssen, The effect of lindane on terrestrial invertebrates. Archives of Environmental Contamination & Toxicology, 2002. 42: p. 217-221. 202. Sousa, A., et al., Validation of avoidance assays for the screening assessment of soils under different anthropogenic disturbances. Ecotoxicology and Environmental Safety, 2008. 71: p. 661-670. 203. Liu, Y.J., et al., The earthworm Aporrectodea caliginosa stimulates abundance and activity of phenoxyalkanoic acid herbicide degraders. The ISME Journal, 2011. 5(3): p. 473-485. 204. Choi, K.-H. and F.C. Dobbs, Comparison of two kinds of Biolog microplates (GN and ECO) in their ability to distinguish among aquatic microbial communities. Journal of Microbiological Methods, 1999. 36: p. 203-213. 205. ISO Guideline 17512-1:2008. Soil quality: Avoidance test for testing the quality of soils and the toxicity of chemicals-test with earthworms (Eisenia fetida and Eisenia andrei). 2008, International Organization for Standardization: Geneve, Switzerland. 206. Soto, A.M., et al., An in culture bioassay to assess the estrogenicity of xenobiotics, in Chemically induced alterations in sexual development: the wildlife/human connection, T. Colborn and C.R. Clement, Editors. 1992, Princeton Scientific Publishing: Princeton, USA. p. 295-309. 207. Villalobos, M., et al., The E-SCREEN assay: comparison among different MCF7 cell stocks. Environmental Health Perspectives, 1995. 103: p. 844-850. 208. Soto, A., et al., The E-Screen as a tool to identify estrogens: an update on oestrogenic environment pollutants. Environmental Health Perspectives, 1995. 103: p. 113-122. 209. Terouanne, B., et al., A stable prostatic bioluminescent cell line to investigate androgen and anti-androgen effects. Molecular and Cellular Endocrinology, 2000. 160: p. 39-49. 210. Waliszewski, S.M., Residues of lindane, HCH isomers and HCB in the soil after lindane application. Environmental Pollution, 1993. 82: p. 289-293. 211. Lal, R. and D.M. Saxena, Accumulation, metabolism, and effects of organochlorine insecticides on microorganisms. Microbiological Reviews, 1982. 46(1): p. 95-127. 212. Rodríguez, R.A. and G.A. Toranzos, Stability of bacterial populations in tropical soil upon exposure to lindane. International Microbiology, 2003. 6: p. 253-258. 213. Tu, C.M., Interaction between lindane and microbes in soils. Archives of Microbiology, 1975. 105: p. 131-134. 214. Martínez-Toledo, M.V., et al., Studies on the effects of a chlorinated hydrocarbon insecticide, lindane, on soil microorganisms. Chemosphere, 1993. 27(11): p. 2261-2270. 215. Nalin, R., et al., Rhodanobacter lindaniclasticus gen. nov., sp. nov., a lindane-degrading bacterium. International Journal of Systematic Bacteriology, 1999. 49: p. 19-23. 216. Francis, A.J., R.J. Spanggord, and G.I. Ouchi, Degradation of lindane by Escherichia coli. Applied Micobiology, 1975: p. 567-568. 217. Pesce, S.F. and D.A. Wunderlin, Biodegradation of lindane by an ative bacterial consortium isolated from contaminated river sediment. International Biodeterioration & Biodegradation, 2004. 54: p. 255-260. 218. Fuentes, M.S., et al., Lindane biodegradation by defined consortia of indigenous Streptomyces strains. Water, Air, and Soil Pollution, 2011. 222: p. 217-231. 219. Tu, C.M., Utilization and degradation of lindane by soil microorganisms. Archives of Microbiology, 1976. 108: p. 259- 263. 220. Nagata, Y., et al., Aerobic degradation of lindane (γ-hexachlorocyclohexane) in bacteria and its biochemical and molecular basis. Applied Microbiology and Biotechnology, 2007. 76: p. 741-752. 221. Singh, B.K. and R.C. Kuhad, Microbial degradation of the pesticide lindane (gamma-hexachlorocyclohexane). Advances in Applied Microbiology, 2000. 47: p. 269-298. 222. Cheah, U.-B., R.C. Kirkwoodb, and K.-Y. Lum, Adsorption, desorption and mobility of four commonly used pesticides in Malaysian agricultural soils. Pesticide Science, 1997. 50: p. 53-63. 223. Krishna, K.R. and L. Philip, Adsorption and desorption characteristics of lindane, carbofuran and methyl parathion on various Indian soils. Journal of Hazardous Materials, 2008. 160: p. 559-567. 224. Willett, K.L., E.M. Ulrich, and R.A. Hites, Differential toxicity and environmental fates of hexachlorocyclohexane isomers. Environmental Science and Technology, 1998. 32(15): p. 2197-2207. 225. Neuhauser, E.F., et al., Comparative toxicity of ten organic chemicals to four earthworm species. Comparative Biochemistry and Physiology, 1986. 83C(1): p. 197-200. 226. Belfroid, A., et al., The acute toxicity of chlorobenzenes for earthworms (Eisenia andrei) in different exposure systems. Chemosphere, 1993. 26(12): p. 2265-2277. 227. van Gestel, C.A.M., W.-C. Ma, and C.E. Smit, Development of QSARs in terrestrial ecotoxicology: earthworm toxicity and soil sorption of chlorophenols, chlorobenzenes and dichloroaniline. Science of the Total Environment, 1991. 109/110: p. 589-604. 228. Shi, Y., et al., Comparative effects of lindane and deltamethrin on mortality, growth, and cellulase activity in earthworms (Eisenia fetida). Pesticide Biochemistry and Physiology, 2007. 89: p. 31-38. 229. Slimak, K.M., Avoidance response as a sublethal effect of pesticides on Lumbricus terrestris (Oligochaeta). Soil Biology & Biochemistry, 1997. 29(314): p. 713-715. 230. Toyoshiba, H., et al., Evaluation of toxic equivalency factors for induction of cytochromes P450 CYP1A1 and CYP1A2 enzyme activity by dioxin-like compounds. Toxicology and Applied Pharmacology, 2004. 194(2): p. 156168. 231. Peijnenburg, W.J.G.M. and M.G. Vijver, Earthworms and their use in eco(toxico)logical modeling, in Ecotoxicology modeling, J. Devillers, Editor. 2009, Springer US: New York, USA. p. 177-204. 232. Spurgeon, D.J. and S.P. Hopkin, Effects of metal-contaminated soils on the growth, sexual development, and early cocoon production of the earthworm Eisenia fetida, with particular reference to zinc. Ecotoxicology & Environmental Safety, 1996. 35(1): p. 86-95. 233. Morgan, J.E. and A.J. Morgan, Earthworms as biological monitors of cadmium, copper, lead and zinc in metalliferous soils. Environmental Pollution, 1988. 54: p. 123-138. 234. Eijsackers, H., Earthworms as colonisers: primary colonisation of contaminated land, and sediment and soil waste deposits. Science of the Total Environment, 2010. 408(8): p. 1759-1769. 235. Owen, J., et al., Transcriptome profiling of developmental and xenobiotic responses in a keystone soil animal, the oligochaete annelid Lumbricus rubellus. BMC Genomics, 2008. 9: p. 266. 236. Amorim, M.J., et al., Bioavailability and toxicokinetics of 14C-lindane (gamma-HCH) in the enchytraeid Enchytraeus albidus in two soil types: the aging effect. Archives of Environmental Contamination & Toxicology, 2002. 43: p. 221-228. 237. Enan, E. and F. Matsumura, Activation of c-Neu tyrosine kinase by o,p’-DDT and β-HCH in cell-free and intact cell preparations from MCF-7 human breast cancer cells. Journal of Biochemical and Molecular Toxicology, 1998. 12(2): p. 83-92. 238. Markman, S., et al., Endocrine disrupting chemicals accumulate in earthworms exposed to sewage effluent. Chemosphere, 2007. 70(1): p. 119-125.